Světelné komplexy ( SSC nebo anténní komplexy , někdy jednoduše antény ) jsou pigment -proteinové komplexy fotosyntetických organismů, lokalizované ve fotosyntetických membránách a plnící funkci primární absorpce světelných kvant , následovanou migrací excitační energie do reakčních center fotosystémy. Zajišťují také jemné doladění fotosyntetického aparátu a podílejí se na jeho ochraně před poškozením světlem.
Klíčovou událostí světelné fáze fotosyntézy, ve které se energie záření přeměňuje na chemickou energii, je proces separace náboje v reakčních centrech fotosystémů. Nábojová separace je proces přenosu elektronů z excitovaných chlorofylových reakčních center do primárního akceptoru. K separaci nábojů dochází v důsledku excitace reakčních center chlorofylu, kdy absorbuje určité množství energie. Přímý zásah fotonu , který nese energii nutnou pro excitaci, do chlorofylu reakčního centra je však krajně nepravděpodobný. Efektivní fotosyntéza je proto možná pouze za přítomnosti antén – pigment-proteinových komplexů, které zachycují fotony různých vlnových délek a směřují excitační energii do reakčních center. Je známo, že naprostá většina molekul chlorofylu je součástí anténních komplexů, nikoli reakčních center. U vyšších rostlin je asi 300 anténních molekul chlorofylu spojeno s jedním reakčním centrem [1] .
Pro využití energie fotonů, které nejsou absorbovány chlorofylem (oblast „zeleného propadu“), jsou v anténách zahrnuty i další pigmenty. U vyšších rostlin jsou to karotenoidy ( karoteny a xantofyly ), u řady řas a některých fotosyntetických prokaryot také fykobiliny . Chlorofyly a karotenoidy se vážou na proteiny nekovalentně v důsledku elektrostatických interakcí, koordinačních vazeb s hořčíkem a hydrofobních interakcí. Fykobiliny se kovalentně vážou na proteiny prostřednictvím thioetherových a etherových vazeb [2] .
Energetická migrace ve světlosběrných komplexech vždy probíhá s určitými energetickými ztrátami. V tomto ohledu je absorpční maximum donorového pigmentu posunuto na kratší vlnové délky (ve srovnání s maximem akceptorového pigmentu). To znamená, že excitační energie donorového pigmentu je vždy vyšší než excitační energie akceptorového pigmentu (část energie se rozptýlí na teplo) [3] . Například pro vyšší rostliny je migrace energie typická v tomto směru: karotenoidy → chlorofyl b → chlorofyl a → chlorofyl a reakčního centra (jako součást dimeru).
Organizace CSC v různých organismech je značně variabilní (ve srovnání s konzervativní strukturou reakčních center), což odráží přizpůsobení fototrofů různým světelným podmínkám v průběhu evoluce.
Protože bylo zjištěno, že k účinnému přenosu energie v anténách dochází také při extrémně nízkých teplotách (1° K = –272 °C), došlo k závěru, že přenos energie nastává bez přenosu elektronů (přenos elektronů je při tak nízkých teplotách nemožný) [4] . Rozlišují se následující mechanismy migrace energie:
Tyto mechanismy přenosu energie se zásadně liší od mechanismů implementovaných v řetězcích přenosu elektronů ( ETC ), protože přenos energie v různých částech ETC je spojen s přenosem elektronů (migrace energie elektronů). Přenos elektronů mezi kofaktory v rámci proteinových komplexů ETC probíhá podle 1) polovodičových nebo 2) rezonančních (na základě efektu tunelování elektronů přes energetickou bariéru) mechanismů. Přenos elektronů v oblastech s mobilními nosiči se provádí podle difuzního mechanismu [11] .
Fialové bakterie mají jeden fotosystém, v mnoha ohledech podobný fotosystému II sinic a vyšších rostlin . Komplexy sbírající světlo se nacházejí kolem tohoto fotosystému: na periferii - LH2 a poblíž reakčního centra - LH1 [12] . Na proteinech komplexů jsou umístěny molekuly bakteriochlorofylu a karotenoidů . Vnější komplexy LH2 se zároveň vyznačují kratšími formami pigmentů s vlnovou délkou (800–850 nm), zatímco vnitřní komplex LH1 má delší vlnové délky (asi 880 nm). Bakteriochlorofyl reakčního centra (RC) má ještě delší absorpční maximum vlnové délky. Taková struktura zajišťuje absorpci fotonů v LH2 a řízenou migraci přes LH1 do RC. Fialové bakterie jsou charakterizovány multipodjednotkovými CSC s kruhovou organizací. Komplexy zpravidla zahrnují dva typy polypeptidů : α- a β-podjednotky . Obě podjednotky jsou malé proteiny sestávající z hydrofilních oblastí (cytoplazmatických a periplazmatických) a transmembránové domény. Organizace proteinů a uspořádání pigmentů v RC a SSC je studována pomocí metody rentgenové krystalografie [12] .
U Rhodobacter sphaeroides je znázorněna dimerní organizace komplexu (LH1 - RC - PufX) 2 (s rozlišením 8 Å) [13] . Dimer obsahuje dva proteiny PufX, které tvoří mezery v kruhových anténách LH1, kterými redukovaný ubichinon opouští RC . Kromě toho je tento protein zodpovědný za dimerizaci. Podobný dimerní komplex byl nalezen elektronovou mikroskopií v membránách bakterie Rhodobaca bogoriensis [14] .
U Rhodopseudomonas palustris byla popsána struktura komplexu LH1 - RC - protein W (s rozlišením 4,8 Å) [15] . W protein, analogicky s PufX, tvoří mezeru v kruhové anténě LH1. Přerušení LH1 poskytuje mobilnímu ubichinonovému transportéru přístup k RC.
Nejvyšší rozlišení (3 Å) popisuje strukturu monomerního komplexu LH1 - RC v termofilní bakterii Thermochromatium tepidum [16] . V tomto případě LH1 zcela obklopuje RC a nemá žádné mezery; dráha pro transport ubichinonu poskytuje speciální kanál v anténě. Kromě toho existují vazebná místa kationtů vápníku z C-konce podjednotek LH1 ; předpokládá se, že vazba vápníku zvyšuje tepelnou stabilitu komplexu.
V chlorosomech zelených sirných bakterií se světlosběrný komplex nachází na cytoplazmatické straně membrány a skládá se z přibližně 10 000 molekul bakteriochlorofylu (hlavně bakteriochlorofylu c) spojených s proteiny. Jsou obklopeny lipidovými membránami a jejich báze (bakteriochlorofyl a se nachází na bázi komplexů) je v kontaktu se světlosběrným komplexem uloženým v membráně obklopující reakční centrum. K přenosu excitonů dochází z bakteriochlorofylu c, který absorbuje při vlnové délce asi 750 nm (B750) přes molekuly bakteriochlorofylu a umístěné na bázi (B790), do bakteriochlorofylu a komplexu absorbujícího světlo integrovaného do membrány (B804) a nakonec na bakteriochlorofyl a reakčního centra (P840). [17]
U vyšších rostlin jsou izolovány vnitřní (neboli jádro, z angličtiny core ) a vnější světlosběrné komplexy. Každý fotosystém (I a II) má vnitřní i vnější SSC, tzn. vyšší rostliny mají 4 typy CSC. Externí antény zajišťují absorpci fotonů a migraci excitační energie do vnitřních antén. Vnitřní antény jsou umístěny v těsné blízkosti reakčních center, absorbují také světelná kvanta a zajišťují migraci excitační energie do reakčních center fotosystémů. Každý CSC obsahuje několik polypeptidů; Každý CSC protein obsahuje přesně definovaný počet pigmentů.
Externí anténa PS I obsahuje čtyři polypeptidy Lhcal-4 (komplex sklízející světlo) s molekulovou hmotností přibližně 22 kDa. Každý polypeptid nese asi 100 molekul chlorofylů a a b a xantofylů (lutein, violoxanthin). Poměr chlorofylu a/chlorofylu b ve vnější anténě PS I je asi 3,5. Vnější anténní proteiny jsou organizovány ve tvaru srpku kolem každého jednotlivého fotosystému. Navíc, pokud PS I tvoří trimerní superkomplex, pak se srpky jednotlivých PS I uzavřou a zcela obklopují trimer. Na rozdíl od mobilního trimru externí antény CCK II je externí anténa CCK I trvale připojena k PS I a není schopna difúze v membráně. Proteiny Lhcal-4 jsou kódovány v jaderném genomu.
V rajčatech existují proteiny Lhcal a Lhca4 ve dvou izoformách. V Tal'ově rezukhovidce jsou dva homologní geny kódující Lhca5 a Lhca6 [18] [19] . Je známo, že Lhca5 se nachází ve významných množstvích v jasném světle a může tvořit homodimery, které se vážou na Lhca2 a Lhca3. Existují důkazy, že NADH-dehydrogenázový komplex chloroplastů , podobný NADH-dehydrogenázovému komplexu mitochondrií a homologní s bakteriálním komplexem I [20] [21] , chloroplastů tvoří superkomplex s alespoň dvěma PSI využívajícími proteiny Lhca5 a Lhca6. [19]
FS interní anténa IVnitřní anténa PS I je lokalizována na dvou centrálních proteinech fotosystému (proteiny A a B), kolem reakčního centra P 700 a kofaktorů přenosu elektronů . Složení vnitřní antény obsahuje 95 molekul chlorofylu a , 12-22 molekul β-karotenu, z nichž 5 je v cis - konformaci.Pigmenty vnitřní antény jsou uspořádány do tvaru válce obklopujícího redoxní činidla elektronového transportního řetězce PS I. jádro fotosystému I a jsou kódovány v plastidovém genomu . [22]
Externí anténa PSII se skládá z mobilní antény a vedlejších anténních proteinů. Mezi mobilní anténní proteiny patří: Lhcb1-3 (hmotnost asi 26 kDa), minoritní proteiny - Lhcb4-6 (nebo CP29, CP26, CP23). Proteiny Lhcb1-3 jsou kódovány v jaderném genomu. [23]
Každý z proteinů mobilní antény obsahuje 7-8 molekul chlorofylu a, 6 molekul chlorofylu b , 2 zkřížené molekuly luteinu , po jedné neoxanthinu a violoxantinu (nebo zeaxantinu ). [23] Protein Lhcb2 je hlavním proteinem tylakoidní membrány, takže je dobře studován. Lhcb2 obsahuje důležitý threoninový zbytek , který může podstoupit fosforylaci, která je důležitá pro přechod chloroplastů ze stavu 1 do stavu 2. Jeden protein Lhcb1 a dva proteiny Lhcb2 tvoří mobilní anténní heterotrimer, CCK II. Mobilní trimer CCK II je schopen difúze v thylakoidní membráně a může se vázat na PS I (za účasti podjednotky H), čímž zvyšuje tok energie do reakčního centra PS I a snižuje zatížení reakčního centra PS II. .
Menší proteiny Lhcb4-6 jsou umístěny mezi mobilní anténou a vnitřní anténou komplexu PSII. Každý z těchto proteinů obsahuje 13-15 chlorofylů a 4-5 xantofylů ( lutein , neoxanthin , violo- nebo zeaxanthin ). Menší proteiny PS II díky svému umístění slouží jako kanály pro tok energie z vnější antény CCK II do reakčního centra PS II. Právě v minoritních proteinech CCK II se vyskytuje xantofylový ( violoxantinový ) cyklus, který hraje při nadměrném osvětlení fotoprotektivní roli. [23]
Interní anténa FS IINa rozdíl od PS I, kde je vnitřní anténa umístěna na centrálních proteinech nesoucích chlorofyly reakčního centra a kofaktory přenosu elektronů , je vnitřní anténa PS II umístěna na dvou samostatných proteinech (CP43 a CP47) sousedících s centrálními proteiny PS II ( proteiny D1 a D2). Protein CP43 se nachází v blízkosti D1 a CP47 v blízkosti D2. CP43 nese 13 molekul chlorofylu a , CP47 - 16, navíc obsahují 3-5 molekul β-karotenu. Proteiny CP43 a CP47 jsou kódovány v plastidovém genomu. [24]
Ve stavu 1 je mobilní trimer CCKII spojen s PSII. Se zvýšením intenzity světla se regeneruje pool plastochinonů a cytochromů b 6 /f komplexu, který aktivuje speciální kinázu , která fosforyluje mobilní trimer. V důsledku fosforylace získává povrch mobilního trimeru negativní náboj, což vede k jeho disociaci z PSII. Fosforylovaný mobilní trimer se může připojit k PSI. Stav, ve kterém je mobilní trimer spojen s PSI, se nazývá stav 2. Při oxidaci plastochinonů dochází k reverzní reakci defosforylace mobilní antény enzymem protein fosfatázou, vrací se do oblasti párových gran membrán a dochází ke zvýšení v přítoku energie do PSII, což je doprovázeno přepnutím systému ze stavu 2 do stavu 1. že pro připojení mobilního komplexu CCKII a přechod do stavu je nutný počet podjednotek PSI (H, O, L). 2 [25] [26] [27] . V důsledku přechodu ze stavu 1 do stavu 2 je energie záření přesměrována z PSII do PSII, která efektivněji provádí cyklický tok elektronů. Přepínání mezi stavem 1 a 2 je důležitým mechanismem ochrany fotosyntetického aparátu před vysokou intenzitou světla. [28]
U některých sinic (včetně prochlorofytů ), glaukocystofytů , kryptofytů a červených řas jsou pigmenty světlosběrných komplexů reprezentovány tetrapyrroly , které nejsou uzavřeny do makrocyklu - fykobiliny . Fykobiliny jsou fixovány na proteiny tvorbou kovalentních vazeb ( thioether a ether ), zatímco molekula chromoforu přebírá konformaci s otevřenou smyčkou. Komplexy pigment-protein jsou hydrofilní a lze je extrahovat extrakcí horkou vodou. Hydrolýza kovalentní vazby mezi pigmentem a apoproteinem vyžaduje působení kyseliny chlorovodíkové za zahřívání. Fykobiliproteiny se vyznačují intenzivní fluorescencí, ale když je protein denaturován , fykobiliproteiny tuto schopnost ztrácejí.
Existuje několik tříd fykobilinů s různými spektrálními charakteristikami:
V buňkách řas jsou fykobiliproteiny organizovány do komplexů sbírajících světlo (fykobilisomy), které se nacházejí na povrchu thylokoidních membrán. Fykobilisomy mohou být ve tvaru polodisku nebo polokoule. Fykobilisomy také obsahují speciální proteiny odpovědné za agregaci fykobilinových pigmentů a sestavení fykobilisomů. Organizace fykobilisomů je taková, že fykobiliny s absorpčními maximy kratších vlnových délek jsou umístěny na periferii a ty s nejkratšími vlnovými délkami jsou v blízkosti reakčních center. K migraci energie ve fykobilisomech dochází s disipací části excitační energie do tepla a řídí se obecným pravidlem: od pigmentů s kratší vlnovou délkou k pigmentům s delší vlnovou délkou (fykoerytriny → fykocyaniny → alofykocyaniny) [29] .
U kryptoftidů jsou fykobiliproteiny umístěny v lumen thylakoidu a neexistují žádné standardní fykobilisomy [30] .
Poměr fykobilinových pigmentů v různých typech řas je určen spektrálním složením světla, které používají. Ve velkých hloubkách vodního sloupce proniká především krátkovlnné modré světlo. V tomto ohledu červené řasy , které obvykle žijí ve velkých hloubkách, akumulují fykoerythriny, které účinně absorbují kvanta vysoké energie. A v sinicích obývajících sladkovodní útvary a horní vrstvy vodního sloupce oceánů se hromadí hlavně fykocyaniny a alofykocyaniny. Navíc u řas stejného druhu není poměr pigmentů také konstantní a mění se v závislosti na hloubce stanoviště (fenomén chromatické adaptace ) [31] .