Lipidové rafty jsou speciální oblasti (mikrodomény) plazmatické membrány obohacené o glykosfingolipidy a cholesterol [1] [2] [3] [4] [5] . Tato místa koordinují buněčné procesy, ovlivňují fluiditu membrán , slouží jako organizační centra pro sestavování signálních molekul , regulují pohyb membránových proteinů , receptorů a také regulují neurotransmisi [5] [6] . Lipidové vory jsou strukturovanější a hustší než jejich obklopující lipidová dvojvrstva ; zároveň se v něm mohou volně pohybovat [7] .
Do roku 1982 se všeobecně věřilo, že fosfolipidy a membránové proteiny jsou v buněčné membráně distribuovány náhodně – v souladu s mozaikovým modelem buněčné membrány, který v roce 1972 navrhli S. J. Singer G. Nicholson [6] [8] . Model předpokládal, že membránové proteiny „plavou“ v homogenním lipidovém moři [9] .
V 70. letech 20. století však A. Stir a E. Zakman a také M. J. Karnovsky a kolegové pomocí fyzikálních metod prokázali existenci speciálních membránových mikrodomén [10] [11] . Existence těchto mikrodomén byla vysvětlena fyzikálními vlastnostmi a organizací lipidových směsí [12] . V roce 1974 pozorování vlivu teploty na chování membrán naznačovalo existenci "lipidových shluků" v membránách a v roce 1975 bylo objeveno, že tyto shluky mohou představovat "kvazikrystalické" oblasti umístěné v tekutějších lipidových oblastech. V roce 1978 daly studie využívající rentgenový rozptyl nový impuls k rozvoji myšlenky „clusterů“ a umožnily definovat mikrodomény jako „lipidy v uspořádanějším stavu“. V roce 1982 Karnovsky a spolupracovníci formulovali koncept lipidových domén v membráně. Jejich studie prokázaly heterogenitu fluorescenční životnosti molekul 1,6-difenyl-1,3,5-hexatrienu , což ukazuje na přítomnost několika lipidových fází v membráně [6] . Jeden typ takových mikrodomén tvoří cholesterol a sfingolipidy . Vznikají jako výsledek izolace těchto lipidů do samostatné fáze, což bylo experimentálně prokázáno [13] . Bylo také zjištěno, že takové mikrodomény („rafty“) jsou přítomny také v buněčných membránách [14] .
V důsledku toho se postupně vytvořil nový koncept struktury buněčné membrány odrážející dynamickou restrukturalizaci s tvorbou vysokoúrovňových molekulárních shluků [9] . Termín „lipidové rafty“ byl poprvé navržen v roce 1988 C. Simonsem a G. van Meerem [15] . Aplikovali termín ( angl. lipid raft 'lipid raft') na oblasti hustě nahromaděných lipidů plovoucích na povrchu tekutějších fosfolipidů [9] . Zpočátku se k vysvětlení transportu cholesterolu z trans Golgiho aparátu do plazmatické membrány používal koncept raftů . Tuto myšlenku poprvé představili Simons a E. Ikonen v roce 1997 [16] . V roce 2006 na Keystone Symposium of Lipid Rafts and Cell Function byly lipidové rafty definovány jako „malé (10–200 nm), heterogenní, vysoce dynamické domény obohacené o steroly a sfingolipidy, které kompartmentalizují buněčné procesy. Malé vory se někdy mohou spojit do větších prostřednictvím interakcí protein-protein. Nedávno bylo publikováno mnoho kontroverzních článků týkajících se lipidových raftů; velikost a dobu existence lipidových raftů lze přičíst množství kontroverzních bodů (podrobněji viz Spory kolem lipidových raftů ).
K dnešnímu dni zůstávají následující otázky týkající se lipidových raftů nezodpovězeny [6] :
Jedním z hlavních rozdílů mezi lipidovými rafty a plazmatickou membránou je jejich lipidové složení. Studie ukázaly, že lipidové rafty obsahují 3–5krát více cholesterolu než okolní lipidová dvojvrstva [17] . Kromě toho jsou lipidové rafty obohaceny o sfingolipidy - například sfingomyelin , jehož obsah v lipidových raftech je obvykle o 50 % vyšší než v plazmatické membráně. V raftech nejsou prakticky žádné glycerofosfolipidy [2] . Pro kompenzaci zvýšeného obsahu sfingomyelinu se snižuje podíl fosfatidylcholinu v lipidových raftech, v důsledku čehož je v nich také téměř o 50 % nižší procento lipidů obsahujících cholin ve srovnání s okolní membránou. Cholesterol interaguje přednostně se sfingolipidy (i když nejen s nimi), a to díky jejich struktuře a stupni nasycení jejich uhlovodíkových řetězců. Ačkoli ne všechny fosfolipidy v raftu jsou zcela nasycené, jejich hydrofobní acylové skupiny jsou nasycenější a hustší než ty v okolních dvojvrstvých lipidech [6] .
Cholesterol slouží jako dynamické „lepidlo“, které drží lipidy pohromadě [5] a vyplňuje všechny mezery mezi nimi. Kvůli rigidní povaze sterolové skupiny se cholesterol přednostně zdržuje ve raftech, kde dlouhé, nasycené sfingolipidové acylové konce mohou tvořit těsnější a pevnější vazby na svůj kruhový systém než kratší a často nenasycené fosfolipidové ocasy okolní dvojvrstvy. Z tohoto důvodu jsou lipidové rafty méně tekuté než zbytek dvojvrstvy [2] .
Někteří výzkumníci připisují výskyt raftů v modelových membránách oddělení membrány na uspořádanou (Lo-fáze) a neuspořádanou (Ld- nebo Lα-fáze) kapalné fáze [18] . Důvody pro toto rozdělení do fází jsou nejasné, ale jejich nemísitelnost zjevně minimalizuje volnou energii těchto dvou fází. Ukázalo se, že lipidové rafty a okolní membrána mají různou tloušťku v důsledku skutečnosti, že uhlovodíkové řetězce ve sfingolipidech jsou delší a rovnější než v jiných membránových lipidech [1] . To vede k tomu, že hydrofobní vrstvy raftů a zbytek dvojvrstvy se vzájemně nespojí na rozhraní dvou fází. Bylo zjištěno, že tento rozdíl v tloušťce zvyšuje povrchové napětí na rozhraní mezi dvěma fázemi, což má za následek větší rafty se zaoblenými hranicemi, a tím minimalizuje energetické náklady na udržování raftů jako samostatných fází. Další spontánní události, jako je ohýbání membrány nebo slučování malých raftů do větších, mohou také minimalizovat napětí na fázovém rozhraní [6] .
Vzhledem ke své struktuře a odolnosti vůči neiontovým detergentům [2] , jako je Triton X-100 nebo Brij-98, se lipidové rafty také nazývají komplexy obohacené o glykolipidy nerozpustné v detergentech (GEM ) nebo DIGs [19] nebo Detergent Resistant Membranes . (DRMs) ) . Tato vlastnost lipidových raftů může být použita k odhadu podílu buněčného povrchu obsazeného rafty z frakce, která je odolná vůči solubilizaci detergentu . V některých případech to může být 50 %. Nepřímá měření velikosti raftů umožňují zhruba odhadnout průměr jednoho raftu na 50 nm [20] (na tuto věc však existují i jiné názory, viz Spory kolem lipidových raftů ).
Lipidové rafty jsou extrémně bohaté na integrální membránové proteiny dvou tříd: jedna je ukotvena v membráně dvěma nasycenými mastnými kyselinami s dlouhým řetězcem (dvě palmitoylové nebo palmitoylové a myristoylové skupiny) kovalentně navázané na tyto proteiny , a druhá glykosylfosfatidylinositolem (GPI) . -) Kotva. Mezi proteiny raftu a zbytkem dvojvrstvy probíhá neustálá výměna: membránové proteiny mohou vstoupit a vystoupit z raftů během několika sekund . Je třeba poznamenat, že u procesu, ve kterém dochází k interakci dvou membránových proteinů, jejich současná přítomnost ve stejném voru značně zvyšuje pravděpodobnost jejich kolize. Proto se některé membránové receptory a signální proteiny oddělují společně přesně v membránových raftech a přenos signálu přes tyto proteiny může být přerušen manipulacemi, které odstraňují cholesterol z membrány a ničí rafty; lipidové rafty jsou tedy zapojeny do mnoha buněčných signálních drah [20] .
Byly navrženy dva typy lipidových raftů: planární (také známé jako nekaveolární nebo glykolipidové rafty) a kaveolární lipidové rafty. Planární lipidové rafty leží v rovině plazmatické membrány (nevytvářejí invaginace) a nemají výrazné morfologické znaky. Kaveolární rafty naopak tvoří baňkovité výběžky v plazmatické membráně obsahující protein kaveolin , který je součástí speciálních membránových prohlubní - caveolae ; většina pozorovaných vorů je tohoto typu. Kaveoliny jsou vysoce exprimovány v mozku , mikrocévách nervového systému , endoteliálních buňkách, astrocytech , oligodendrocytech , Schwannových buňkách , spinálních gangliích a hipokampálních neuronech . Planární rafty obsahují protein flotillin a nacházejí se v neuronech bez caveolae. Oba typy raftů mají podobné lipidové složení (obohacené o cholesterol a sfingolipidy). Flotillin a kaveolin mají schopnost získávat signální molekuly do lipidových raftů, a tak hrají důležitou roli v signalizaci zprostředkované neurotransmitery . Bylo navrženo, že tyto mikrodomény jsou zodpovědné za prostorovou organizaci signálních molekul takovým způsobem, aby usnadnily kineticky příznivé interakce potřebné pro přenos signálu. Tyto stejné mikrodomény však oddělují signální molekuly, čímž potlačují zbytečné interakce a vedou k zeslabení signálu [21] .
Termín "signalizace" se týká jakéhokoli procesu, kterým buňka převádí jeden typ signálu nebo podnětu na jiný. Signální nebo stimulační dráha může být jednoduchá, jako je tomu u receptorových molekul. Složitější signální transdukce zahrnuje účast komplexů ligand - receptor v mnoha intracelulárních procesech, jako je fosforylace tyrosin kinázami nebo serin-threonin kinázami [22] . Specifičnost a přesnost přenosu signálu je nezbytná pro účinnou reakci buněk na změny prostředí . Toho je částečně dosaženo prostřednictvím odlišné lokalizace proteinů zapojených do signálních drah. V plazmatické membráně je tato kompartmentalizace částečně prováděna lipidovými rafty [23] .
Jedním z důležitých důkazů ve prospěch existence lipidových raftů je jejich práce jako platforem, na kterých se jednotlivé receptory koncentrují po aktivaci po vazbě na ligand [24] . Pokud k aktivaci receptoru dojde v samotném lipidovém raftu, pak je signální komplex chráněn raftem před vnějšími enzymy , například membránovými fosfatázami . Obecně platí, že lipidové rafty přitahují proteiny do nového mikroprostředí, takže jejich (de)fosforylovaný stav může být změněn lokálními kinázami a fosfatázami a může vést k následným reakcím signálních drah [25] . Bylo zjištěno, že lipidové rafty se účastní mnoha signálních drah, například signální dráha imunoglobulinu E , antigenní receptory T- a B-buněk , receptor epidermálního růstového faktoru (EGF), inzulínový receptor atd. Některé příklady těchto signálních drah jsou uvedeny níže.
Studie signální dráhy imunoglobulinu E (IgE) poprvé přesvědčivě prokázaly zapojení lipidových raftů do přenosu signálu [26] [27] [28] . Důkazem účasti lipidových raftů v tomto procesu je snížená rozpustnost Fc-epsilon receptorů (FcεR) v detergentu Triton X-100 při přechodu z jednoho stavu do zesíťovaného stavu s jiným receptorem stejného typu [26 ] ; tvorba shluků gangliosidů a GPI-ukotvených proteinů dostatečně velkých na to, aby byly viditelné pod fluorescenčním mikroskopem [29] [30] ; ukončení dráhy při odstranění povrchového cholesterolu methyl-β- cyklodextrinem [31] atd.
Sled událostí v této signální dráze je následující. Za prvé, IgE se váže na Fc-epsilon receptory umístěné v plazmatických membránách žírných buněk a bazofilů prostřednictvím jejich Fc segmentu. Tetramer FcεR se skládá z jednoho α-, jednoho β- a dvou γ-řetězců [28] . Nejprve se jeden tetramer FcεR váže na jednu molekulu IgE. α-řetězec se váže na IgE a další tři řetězce obsahují motiv aktivačního tyrosinu na bázi imunitního receptoru ( ITAM) [ . Oligomerní antigen se pak váže na několik molekul IgE již navázaných na FcεR a spojuje dva nebo více receptorových komplexů . Po takové vazbě je dvakrát acetylovaná nereceptorová Src - podobná tyrosinkináza Lyn rekrutována k fosforylaci ITAM dvou receptorů . Dále se tyrosinkináza rodiny Syk váže na ITAM fosfotyrosinové zbytky (výsledek práce Lyn) a spouští signální kaskádu [26] [27] . Syk zase může aktivovat další proteiny, jako je LAT. Proteiny LAT tím, že se na sebe navážou, mohou přijímat další proteiny do raftu a dodatečně zesilovat (amplifikovat) signál [32] .
T buněčný antigenní receptor (TCR) je molekula nacházející se na povrchu T lymfocytů (T lymfocytů). Zahrnuje αβ- heterodimer , CD3-(γδε) komplex a ξ-homodimer. α- a β- podjednotky obsahují extracelulární vazebná místa pro peptidy , které jsou prezentovány na proteinech hlavního histokompatibilního komplexu (MHC) třídy I a II umístěných na povrchu buněk prezentujících antigen (APC). Podjednotky CD3 a ξ obsahují cytoplazmatické motivy ITAM . Při přenosu signálu se molekuly MHC vážou na TCR a spojují dva nebo více receptorů dohromady. Tato vazba na receptor, stejně jako v signální dráze IgE, rekrutuje dvojitě acetylované nereceptorové tyrosinkinázy podobné Src k fosforylaci ITAM motivů. TCR rekrutuje nejen tyrosinkinázu Lyn, ale také Fyn [23] [33] . Poté se protein ZAP-70 , který není zapojen do signální dráhy IgE, váže na fosforylované ITAM, díky čemuž se sám aktivuje a aktivuje LAT. Aktivace LAT poskytuje zesílení signálu. Dalším rozdílem mezi signální dráhou TCR a signální dráhou IgE je, že TCR aktivují protein Lck , což může vést k silnějšímu shlukování raftů [34] [35] , a tím dodatečně zesilovat signál. Jedním z možných mechanismů pro downregulaci této dráhy by mohla být vazba cytosolové kinázy Csk na protein CBP spojený s raftem . Poté může Csk potlačit práci kináz rodiny Src prostřednictvím fosforylace [36] .
B-buněčný antigenní receptor (BCR) je komplex membránově vázané molekuly imunoglobulinu (mIg) a heterodimeru Iga-Igβ sestávajícího ze dvou polypeptidů , které jsou navzájem spojeny disulfidovými vazbami [37] . Iga i Igp obsahují motiv ITAM.
Signalizace BCR je podobná signalizaci IgE a TCR. Obecně se má za to, že kromě působení prostřednictvím BCR se mohou lipidové rafty podílet na mnoha událostech, které se vyskytují na povrchu B buňky , když je aktivována. Funkce lipidových raftů v B buňkách zahrnují jejich účast na signální dráze BCR, modulaci signálních drah koreceptory , signální dráhy CD40 , endocytózu peptidových antigenů asociovaných s BCR a jejich následné naložení do časných endozomů (peptidy vytvořené po destrukce peptidového antigenu endozomovými enzymy se později zobrazí na buněčném povrchu v kombinaci s molekulami MHC II a předloží T buňkám [37] .
Pro viry , obligátní intracelulární parazity , pro vstup do buňky je nezbytná specifická interakce mezi virem a buněčnými receptory na plazmatické membráně. Hromadí se důkazy, že viry vstupují do buňky přes specifické membránové mikrodomény, včetně lipidových raftů.
Nejlépe prozkoumanými příklady buněčné penetrace neobalenými viry přes lipidové rafty jsou opičí virus SV40 ( čeleď Papovaviridae ) a echovirus typu I (EV1, čeleď Picornaviridae ) [38] [39] .
SV40 používá ke vstupu do buňky dva různé receptory: gangliosid GM1 umístěný v lipidových raftech a molekulu MHC typu I [38] . Vazba SV40 na molekulu MHC typu I způsobuje shlukování a redistribuci receptorů. SV40 může přitáhnout více kaveol z cytoplazmy a dokonce způsobit vznik nových kaveol v místě vstupu. Signální kaskáda spouštěná připojením viru k buňce vede během 20 minut k virové endocytóze zprostředkované caveola. V některých typech buněk může virus vstoupit do kaveosomů (kaveoly, které pučí z membrány) přímo z nepotažených váčků , které pučí z lipidových raftů [39] [40] .
EV1 používá integrin α2β1 jako svůj buněčný receptor . Mnoho integrinových heterodimerů se může vázat na sousední místa na kapsidě viru. Stejně jako v případě SV40, připojení viru a jeho vazba na buňku spouští shlukování a pohyb molekul integrinu z lipidových raftů do struktur podobných kaveolům. Když je cholesterol z lipidových raftů odstraněn, echovirová infekce se nevyvine [38] [39] .
Existují také viry, které využívají endocytózu zprostředkovanou nekaveolárními rafty, jako je echovirus 11 (EV11, čeleď Picornaviridae ), ale podrobný mechanismus těchto procesů nebyl dosud studován [39] .
Viry chřipky se vážou na buněčný receptor, kyselinu sialovou , která je připojena ke glykokonjugátu , který iniciuje endocytózu. Po přenosu viru do pozdních endozomů dochází vlivem nízkého pH ke změně konformace virového hemaglutininu (HA), načež se lipidový obal viru spojí s endozomovou membránou a virové ribonukleoproteinové se uvolní do cytoplazma. Tento výstup je spouštěn tokem protonů přes virový protonový kanál M2 , který ke svému fungování vyžaduje vazbu na cholesterol. Semliki forest virus (SFV, čeleď Togaviridae ) a Sindbis virus (SIN, čeleď Togaviridae ) využívají cholesterol a sfingolipidy ke vstupu do buňky glykoproteinem obsaženým v jejich obalu a následným vstupem do cytoplazmy [41] . Lidský T-lymfotropní virus typu I (HTLV-1, fam. Retroviridae ) vstupuje do buňky přes glukózový transportér 1 ( GLUT1 ). Virus Ebola a virus Marburg používají folátový receptor -α (FRα) jako buněčný receptor , což je protein ukotvený v GPI. Virus hepatitidy B rozpoznává lidský receptor komplementu typu 2 (CR2 nebo CD21). Lidský herpesvirus typu 6 (HHV-6) se váže na receptor CD46 na buněčném povrchu. Všechny tyto buněčné receptory jsou umístěny v lipidových raftech nebo se tam pohybují během infekce .
Sexuálně přenosný virus lidské imunodeficience (HIV) musí překonat bariéru epiteliálních buněk, které neexprimují receptor CD4 nebo chemokinové receptory (tyto receptory se často používají ke vstupu do buňky) , aby vstoupil do hostitele . Alternativním receptorem pro obalový glykoprotein HIV na epiteliálních buňkách je glykosfingolipid galaktosylceramid (GalCer), který se hojně vyskytuje v lipidových raftech [42] [43] .
Jedním z důvodů četných kontroverzí, které se kolem lipidových raftů objevily, je obtížnost jejich studia v živých buňkách, které nejsou v termodynamické rovnováze [21] . Lipidové rafty jsou malé mikrodomény o velikosti 10–200 nm [6] . Protože jejich velikost je za hranicí difrakce světelného mikroskopu , je extrémně obtížné přímo vizualizovat lipidové rafty. V současné době se studují umělé membrány, ale jejich použití má spoustu nevýhod. Za prvé, obsah proteinů v umělých membránách je mnohem menší než v biologických membránách. Za druhé, je obtížné modelovat interakce membrána- cytoskelet , které probíhají v biomembránách. Za třetí, umělé membrány postrádají přirozenou asymetrii a je nemožné je studovat v nerovnovážném stavu [6] [44] .
Další intenzivně využívanou metodou pro studium lipidových raftů je fluorescenční mikroskopie. Hojně se používají například fluorofory asociované s B-podjednotkou cholerového toxinu , který se váže na obligátní složku raftů – gangliosid GM1. Používají se také lipofilní membránová barviva , která jsou buď zapuštěna mezi rafty a zbytek membrány, nebo mění své fluorescenční vlastnosti v závislosti na fázi membrány. Příkladem takových barviv je často používaný laurdan . Rafty mohou být také značeny expresí fluorescenčně značených proteinů, jako je Lck- GFP .
Příklady takových metod jsou sekvestrace cholesterolu filipinem , nystatinem a amfotericinem B , odstranění methyl-B-cyklodextrinem, suprese jeho syntézy inhibitory HGM-CoA reduktázy . Umožňují pozorovat změny v signalizaci neurotransmiterů s poklesem hladiny cholesterolu v membráně [21] .
Pomocí zobrazování s vysokým rozlišením a matematického modelování se ukázalo, že proteiny lipidových raftů jsou sestaveny do nanoklastrů s vysokou hustotou o poloměru 5–20 nm. Pomocí měření přenosu fluorescenční rezonanční energie ( eng. fluorescence resonance energy transfer, FRET ) mezi stejnými vzorky (homo-FRET nebo fluorescenční anizotropie ) Sharma a kolegové dospěli k závěru, že zlomek (20-40 %) GPI- ukotvené proteiny jsou organizovány do shluků s vysokou hustotou o poloměru 4–5 nm [45] . V současné době se k překonání problému malé velikosti a dynamické povahy lipidových raftů stále více používá pozorování pohybu jednotlivých částic a molekul pomocí chlazených citlivých CCD kamer a mikroskopie s totálním vnitřním odrazem (TIRF). Tato technika umožňuje získat informace o schopnosti částic difundovat ve zkoumané membráně a také identifikovat zóny s omezenou difúzí a difúzní bariéry na této membráně [46] .
Používají se i jiné optické techniky. Například fluorescenční korelační a křížová korelační spektroskopie FCS/FCCS) může být použita k získání informací o pohyblivosti fluoroforu v membráně . Technika FRET ( Fluorescence Resonance Energy Transfer ) dokáže určit, kdy jsou fluorofory v těsné blízkosti, a techniky využívající optické pinzety mohou poskytnout informace o viskozitě membrány [21] .
Mikroskopie atomové síly , rastrovací iontově vodivá mikroskopie ( Eng. Scanning Ion Conductance Microscopy (SICM) ), bipolarizační interferometrie , nukleární magnetická rezonance se také používají ke studiu lipidových raftů ; nicméně, fluorescenční mikroskopie je stále dominantní technikou pro studium lipidových raftů. Doufáme, že v budoucnu mikroskopie s vysokým rozlišením (např . mikroskopie STED [47] ) a různé formy strukturované osvětlovací mikroskopie pomohou překonat problémy způsobené omezením difrakce .
Kromě toho se pro práci s rafty používá enzymová imunoanalýza (ELISA), Western blotting a fluorescenčně aktivované třídění buněk (FACS) [48] [49] [3] .
Role raftů v intracelulární signalizaci, metabolismu a udržování buněčné struktury není přes mnoho experimentů využívajících různé metody dosud zcela definována a dokonce i samotná existence lipidových raftů je zpochybňována [50] .
Následující argumenty argumentují proti existenci lipidových raftů:
Prvním vyvrácením posledního bodu je, že fáze Lo raftu je hustší díky intermolekulárním vodíkovým můstkům mezi molekulami sfingolipidu a cholesterolu a tyto vazby se jinde netvoří [51] .
Druhý argument proti existenci lipidových raftů je způsoben efektivitou ničení lipidových raftů ve výzkumu. Odstranění cholesterolu z raftů může mít negativní důsledky pro spolehlivost dalších výsledků na funkce raftů [52] . Většina výzkumníků používala drsné metody k odstranění cholesterolu z membrán, které zničily nejen rafty, ale také další membránový fosfolipid , fosfatidylinositol-4,5-bisfosfát (PI(4,5)P 2 ). Tento fosfolipid hraje důležitou roli v regulaci cytoskeletu [53] a jeho destrukce může vést k výsledkům, které se obvykle vysvětlují odstraněním cholesterolu, včetně laterální difúze proteinů v membráně [54] . Vzhledem k tomu, že nejběžněji používané metody ničí jak rafty, tak PI(4,5)P 2 , nelze účinek odstranění cholesterolu na konkrétní proces přisuzovat samotné destrukci raftu, protože může být ovlivněno mnoho procesů, které nejsou vory. A konečně, i když se nyní předpokládá, že rafty jsou nějakým způsobem připojeny k proteinům, někteří výzkumníci se domnívají, že proteiny lze rekrutovat do raftu pouze interakcí s lipidovými acylovými ocasy, které jsou skryté uvnitř membrány, a ne jinak [55] .
| Struktury buněčné membrány | |
|---|---|
| Membránové lipidy | |
| Membránové proteiny |
|
| jiný |
|